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Infección neumocócica y biofilmes (2)

Miriam Moscoso, Ernesto García y Rubens López.

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Fig. 2. Micrografía electrónica de biofilmes de S. pneumoniae sobre una superficie de vidrio. Las flechas rojas señalan material filamentoso que une las células de neumococo entre sí y a la matriz extracelular. Foto modificada de J. Bacteriol. 2006; 188:7785-7795.

Biofilmes de neumococo

Streptococcus pneumoniae es un microorganismo Gram-positivo que forma parte de lamicrobiota normal de la nasofaringe y es la especie predominante en las infecciones respiratorias graves. La colonización de la nasofaringe durante el estado de portador está mediada por la adherencia de la bacteria al epitelio respiratorio y constituye el primer paso para la diseminación e iniciación de la infección. Alrededor del 10% de los adultos y un 20-40% de los niños sanos, están colonizados por esta bacteria. El neumococo es el principal responsable de las neumonías adquiridas en comunidad, la meningitis, la otitis media y las bacteriemias en mayores de 65 años, niños menores de 2 años, así como en enfermos inmunocomprometidos. Se considera una bacteria fundamentalmente invasora debido al polisacárido capsular, del que depende su virulencia por la capacidad de eludir la fagocitosis y la acción del complemento.

Se sabe que la colonización nasofaríngea en ausencia de enfermedad invasiva proporciona a S. pneumoniae un ambiente estable desde el cual podría propagarse a otros huéspedes víaaerosoles e intercambio mucoso. Por ello, aquellos factores microbianos específicos que contribuyan a la supervivencia y el crecimiento sésil del neumococo, como son los factores de colonización nasofaríngea, podrían ser considerados como factores de virulencia. Estudios recientes han demostrado que algunas enfermedades causadas por neumococo como la rinosinusitis o la otitis media crónica están relacionadas con el crecimiento sésil (biofilmes) de esta bacteria (4).

A pesar de la importancia clínica de neumococo su potencial modo de vida sésil formando biofilmes apenas ha sido investigado. Sólo unos pocos estudios documentan la formación de biofilmes de S. pneumoniae usando un sistema de cultivo continuo que trata de reproducir las condiciones naturales del proceso infectivo de neumococo, basado en el hecho de que la colonización nasofaríngea conduce a la formación de biofilmes (5). Se ha puesto de manifiesto que la multiplicación de neumococos en biofilmes Sorbarods en cultivo continuo dan lugar, de forma reversible, a mutantes no capsulados con mayor frecuencia que en cultivos planctónicos (6). Este dato está relacionado directamente con el hecho de que la cápsula es un factor limitante para la adherencia de neumococo a las células nasofaríngeas mientras que posee un papel esencial como protector de la fagocitosis durante la infección invasiva. No obstante, hasta hace dos años no se disponía de ninguna información sobre los biofilmes de neumococo a nivel estructural o genético (7, 8).

Los pasos iniciales en la formación de biofilmes de neumococo sobre superficies abióticas, tales como poliestireno y vidrio han revelado que este microorganismo en su forma no capsulada forma sobre esas superficies estructuras tridimensionales de unas 25 ìm de profundidad tanto por observación en el microscopio láser confocal (Fig. 1) como usando microscopía electrónica de barrido a baja temperatura, donde las agrupaciones bacterianas adoptan formas regulares que originan estructuras que se asemejan a panales de abejas (honeycomb-like structures) (Figura 2) (9).

La presencia del aminoalcohol colina en la pared de S. pneumoniae es imprescindible para la formación de los biofilmes ya que es necesaria para la fijación de las proteínas de unión a colina tales como la amidasa LytA, la principal enzima lítica de esta bacteria, la adhesina CbpA y la proteína A de superficie (PspA). El polisacárido capsular (CPS), el principal factor de virulencia de neumococo, constituye una barrera física parcial para la formación de biofilmes y la existencia de diferencias significativas entre diferentes serotipos a la hora de desarrollar un biofilm podría estar relacionada con la composición química de aquellos. De hecho, el papel del CPS en colonización es discutible. Se ha sugerido que la biosíntesis del CPS interfiere con la colonización, pero parece ser que la adherencia de neumococo a las células nasofaríngeas es específica de serotipo y se requiere una cantidad mínima de CPS para una colonización eficiente en ratones. Así, la capacidad de neumococo para regular la expresión de la cápsula, podría jugar un papel fundamental en la transición del estado de portador, adoptando un modo de vida sésil, hacia la enfermedad invasiva en vida planctónica.

También se ha demostrado que tanto el DNA extracelular como ciertas proteínas de superficie influyen en la formación de los biofilmes de neumococo (ver Fig. 2).
Muy recientemente se ha propuesto que en S. pneumoniae el sistema quorum sensing que regula el desarrollo de la competencia para habilitar a la bacteria para el proceso de transformación bacteriana, influye en la colonización del tracto respiratorio (9). Algunos autores han observado que la inducción del sistema de competencia por la señal quorum sensing CSP favorece la formación del biofilm in vitro y las células de neumococo recogidas a partir de biofilmes desarrollados in vitro incrementan la virulencia en modelos de neumonía y meningitis (10). En contraste con esta situación, las células planctónicas ensayadas en modelos animales eran más eficaces en la inducción de sepsis bacterémica.

Estos datos sugieren que durante la infección del huésped existen dos estados fisiológicos en los neumococos invasores, y, así, durante la infección de los tejidos, S. pneumoniae se visualiza en un estado que recuerda a un biofilm (10).

Referencias

1. Costerton, J.W., Lewandowski, Z., Caldwell, D.E., Korber, D.R. and Lappin-Scott, H.M. (1995) Microbial Biofilms. Annu Rev Microbiol 49:711-745.
2. Costerton, J.W., Stewart, P.S., and Greenberg, E.P. (1999) Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science 284:1318-1322.
3. Parsek, M.R. and Singh, P.K. (2003) Bacterial biofilms: an emerging link to disease pathogenesis. Annu Rev Microbiol 57:677-701.
4. Hall-Stoodley L., Hu F.Z., Gieseke A., Nistico L., Nguyen D., Hayes J., Forbes M., Greenberg D.P., Dice B., Burrows A., Wackym P.A., Stoodley P., Post J.C., Ehrlich G.D., and Kerschner J.E. (2006) Direct detection of bacterial biofilms on the middle-ear mucosa of children with chronic otitis media. JAMA 296:202-211.
5. Budhani R.K., and Struthers J.K. (1997) The use of Sorbarod biofilms to study the antimicrobial susceptibility of a strain of Streptococcus pneumoniae. J Antimicrob Chemother 40:601-602.
6. Waite R.D., Struthers J.K., and Dowson C.G. (2001) Spontaneous sequence duplication within an open reading frame of the pneumococcal type 3 capsule locus causes highfrequency phase variation. Mol Microbiol 42:1223-1232.
7. Allegrucci M., Hu F.Z., Shen K., Hayes J., Ehrlich G.D., Post J.C., Sauer K. (2006) Phenotypic characterization of Streptococcus pneumoniae biofilm development. J Bacteriol 188:2325-2335.
8. Moscoso M., García E., and López R. (2006) Biofilm formation by Streptococcus pneumoniae: role of choline, extracellular DNA, and capsular polysaccharide in microbial accretion. J Bacteriol 188:7785-7795.
9. Kowalko J.E., and Sebert M.E. (2008) The Streptococcus pneumoniae competence regulatory system influences respiratory tract colonization. Infect Immun 76:3131-3140.
10. Oggioni M.R., Trappetti C., Kadioglu A., Cassone M., Iannelli F., Ricci S., Andrew P.W., Pozzi G. (2006) Switch from planktonic to sessile life: a major event in pneumococcal pathogenesis. Mol Microbiol 61:1196-1210.

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